Россия
Россия
Россия
УДК 633.12 Гречиха. Fagopyrum Tourn. spp.
УДК 631.841.7 Мочевина (карбамид)
УДК 631.86 Органические и биологические удобрения в целом
В статье представлены результаты двухлетних полевых исследований (2023-2024 гг.), направленных на выявление ключевых факторов, определяющих урожайность сортов гречихи Дикуль и Даша в условиях применения традиционной мочевины и мочевины, обработанной культурой B.s. Ч-13. Цель исследования — оценить влияние мочевины, инокулированной штаммом Bacillus subtilis Ч-13, на активацию фотосинтетического аппарата у растений гречихи различных лет селекции, а также выявить зависимость эффективности стимуляции от физиологических особенностей сортов, обусловленных их селекционной историей. Установлено, что продуктивность культуры лишь на 50% зависит от степени развития фотосинтетического аппарата, оцениваемой через соотношение Σ Хл/Карот (сумма хлорофиллов а и b к каротиноидам). Для сорта Дикуль превышение дозы (N90) приводит к снижению урожайности зерна (2023: 13.7 ц/га; 2024: 12.5 ц/га) и увеличению доли соломы (2023: 61.0 ц/га; 2024: 59.3 ц/га), что связано с дисбалансом Σ Хл/Карот (>13) и перераспределением ассимилятов в вегетативную массу. Для сорта Даша применение модифицированной мочевины в дозе N60 повышает урожайность на 8–10% по сравнению с немодифицированным карбамидом в той же дозе, вероятно, за счет улучшения фотосинтетической активности (Σ Хл/Карот ~10–11).
гречиха, хлорофилл а, хлорофилл b, мочевина, B.s. Ч-13, фотосинтез, площадь листьев
1. Брескина, Г. М. Роль биопрепаратов и азотных удобрений в формировании продуктивности гречихи в условиях Курской области / Г. М. Брескина, Н. А. Чуян // Российская сельскохозяйственная наука. 2021. № 2. С. 39-42. DOI:https://doi.org/10.31857/S2500262721020083. EDN ATZNFV
2. Дубенок Н. Н., Заяц О. А., Стрижакова Е. А. Формирование продукционного потенциала гречихи (Fagopyrum escukntum L.) в зависимости от уровня минерального питания и способа посева // Известия Тимирязевской сельскохозяйственной академии. 2017. №. 6. С. 29-41.
3. Калмыкова Е. В., Мельник К. А., Кузьмин П. А. Видовые различия в содержании фотосинтетических пигментов у растений аридных территорий юга России // Аграрный вестник Урала. 2023. №. 3 (232). С. 32-42.
4. Кононов А. С., Шкотова О. Н. Влияние форм азотных удобрений на содержание хлорофилла в одновидовых и смешанных бобово-злаковых агроценозах // Вестник Брянского государственного университета. 2012. №. 4 (1). С. 103-106.
5. Маслова Т. Г., Марковская Е. Ф., Слемнев Н. Н. Функции каротиноидов в листьях высших растений (обзор) // Журнал общей биологии. 2020. Т. 81. №. 4. С. 297-310.
6. Наполова Г. В., Наполов В. В. Формирование и структура ассимиляционного аппарата растений гречихи // Вестник аграрной науки. 2006. №. 2-3 (2-3). С. 43-46.
7. Оценка влияния содержания хлорофилла в листьях гречихи на урожайность и биохимические показатели зерна / О. А. Тимошинова, А. Г. Клыков, Р. В. Тимошинов, Г. А. Муругова // Актуальные проблемы науки и практики в исследованиях молодых ученых : Сборник I международной научно-практической конференции, Новосибирск, 21–22 мая 2024 года. – Новосибирск: ИЦ НГАУ "Золотой колос", 2024. С. 183-186. EDN TGXLJF
8. Amelin A. et al. Effect of moisture on photosynthesis and transpiration of buckwheat leaves //E3S Web of Conferences. – EDP Sciences, 2023. – Т. 390. – С. 02048.
9. Fang X. et al. Effects of nitrogen fertilizer and planting density on the leaf photosynthetic characteristics, agronomic traits and grain yield in common buckwheat (Fagopyrum esculentum M.) // Field Crops Research. 2018. Т. 219. С. 160-168.
10. Jha R. et al. Global nutritional challenges and opportunities: Buckwheat, a potential bridge between nutrient deficiency and food security // Trends in Food Science & Technology. 2024. Т. 145. С. 104365.
11. Lei Q. et al. Effects of Bacillus subtilis on photosynthesis and yield of pakchoi under magnetoelectric brackish water irrigation // Scientia Horticulturae. 2025. Т. 340. С. 113934.
12. Li C. F. et al. Increased grain yield with improved photosynthetic characters in modern maize parental lines // Journal of Integrative Agriculture. 2015. Т. 14. №. 9. С. 1735-1744.
13. Maslennikova D. et al. Endophytic plant growth-promoting bacterium bacillus subtilis reduces the toxic effect of cadmium on wheat plants // Microorganisms. 2023. Т. 11. №. 7. С. 1653.
14. Mohamed H. I., Gomaa E. Z. Effect of plant growth promoting Bacillus subtilis and Pseudomonas fluorescens on growth and pigment composition of radish plants (Raphanus sativus) under NaCl stress // Photosynthetica. 2012. Т. 50. С. 263-272.
15. Moraes B. V. et al. Bacillus subtilis inoculated in organic compost could improve the root architecture and physiology of soybean under water deficit //Plant Physiology and Biochemistry. 2025. С. 109540.
16. Samaniego-Gámez B. Y. et al. Bacillus spp. inoculation improves photosystem II efficiency and enhances photosynthesis in pepper plants //Chilean journal of agricultural research. 2016. Т. 76. №. 4. С. 409-416.
17. Siddika A. et al. Harnessing plant growth-promoting rhizobacteria, Bacillus subtilis and B. aryabhattai to combat salt stress in rice: a study on the regulation of antioxidant defense, ion homeostasis, and photosynthetic parameters // Frontiers in Plant Science. 2024. Т. 15. С. 1419764.
18. Sun B. O. et al. Application of biofertilizer containing Bacillus subtilis reduced the nitrogen loss in agricultural soil //Soil Biology and Biochemistry. 2020. Т. 148. С. 107911.
19. Yang L. et al. Exogenous Bacillus subtilis can reduce the damage caused by waste drilling fluid to ryegrass (Lolium perenne) // Plant Stress. 2024. Т. 14. С. 100641.
20. Zhang Y. et al. Spatial variation of leaf chlorophyll in northern hemisphere grasslands // Frontiers in Plant Science. 2020. Т. 11. С. 1244.
